小鼠软骨细胞 返回列表页

本公司所有产品仅供科学实验，不做其他科学实验外的使用！

小鼠软骨分离自软骨组织；软骨组织由软骨细胞、基质及纤维构成。软骨组织再生能力强，这些增生的幼稚细胞形似纤维母细胞，以后逐渐变为软骨母细胞，并形成软骨基质，细胞被埋在软骨陷窝内而变为静止的软骨细胞。根据软骨组织内所含纤维成分的不同，可将软骨分为透明软骨、弹性软骨和纤维软骨三种，其中以透明软骨的分布较广，结构也较典型。软骨细胞（chondrocyte）位于软骨陷窝内。幼稚的软骨细胞位于软骨组织的表层，单个分布，体积较小，呈椭圆形，长轴与软骨表面平行，越向深层的软骨细胞体积之间增大呈圆形，细胞核圆形或卵圆形，染色浅，细胞质弱嗜碱性，常见数量不一的脂滴。成熟的软骨细胞多2-8个成群分布于软骨陷窝内，这些软骨细胞由同一个母细胞分裂增殖而成，称为同源细胞群。电镜下，软骨细胞有突起和皱褶，细胞质内有大量的粗面内质网和发达的高尔基复合体及少量的线粒体。在组织切片中，软骨细胞收缩为不规则形，在软骨囊和细胞之间出现较大的腔隙。体外培养的软骨细胞对于研究其生理功能、药物作用以及各种致病因素作用下的病理生理改变具重要意义。
方法简介：

公司实验室分离的小鼠软骨采用胶原酶-中性dan白酶联合消化制备而来，细胞总量约为5×10?cells/瓶。
质量检测：

公司实验室分离的小鼠软骨经Ⅱ型胶原蛋白免疫荧光鉴定，纯度可达90%以上，且不含有HIV-1、HBV、HCV、支原体、细菌、酵母和真菌等。

培养基 含FBS、生长添加剂、Penicillin、Streptomycin等

换液频率 每3-4天换液一次

生长特性 贴壁

细胞形态 梭形、多角形

传代特性 可传2-3代左右

消化液 0.25%yi蛋白酶

培养条件 气相：空气，95%；CO2，5%

准备工作

1. 实验器材准备：准备无菌的培养皿、培养瓶、移液管、离心管、手术器械等，并进行高压灭菌或其他合适的消毒处理。

2. 试剂准备：配制或购买合适的培养基、消化酶（如、胶原酶等）、胎牛血清、双抗等试剂，确保其无菌且在有效期内。

3. 实验动物或组织来源准备：根据实验需求，选择合适的动物并进行相应的麻醉或处死，获取所需组织；或从已有的组织样本库中获取组织。

取材与处理

1. 取材：在无菌条件下，迅速取出目标组织，尽量减少对组织的损伤，并去除多余的脂肪、结缔组织等非目的组织。

2. 清洗：将取出的组织用预冷的无菌PBS冲洗数次，以去除血液和杂质。

3. 剪切：将组织剪成约1 - 2mm³的小块，以便后续消化。

细胞分离

1. 消化：将剪碎的组织块放入含有适量消化酶的离心管中，在37℃恒温摇床或培养箱中消化一段时间。期间可轻轻摇晃离心管，使消化更均匀。

2. 终止消化：当组织块大部分被消化成单细胞悬液或小细胞团时，加入含血清的培养基终止消化。

3. 过滤与离心：用细胞筛过滤细胞悬液，去除未消化的组织碎片，然后将滤液以适当的转速离心，收集细胞沉淀。

细胞观察与检测

1. 日常观察：每天用倒置显微镜观察细胞的形态、生长状态、密度等，记录细胞的变化情况，如发现细胞污染或异常，及时采取相应措施。
2. 细胞计数与活力检测：在需要时，可采用台盼蓝染色等方法对细胞进行计数和活力检测，以了解细胞的生长情况和健康状态。

一、取材与分离

1. 快速操作

- 组织取材后需立即处理，避免长时间暴露于室温或非营养环境。

- 使用无菌 PBS 或生理盐水冲洗组织，去除血液、杂质。

2. 消化酶选择

- 根据组织类型选择消化酶，避免过度消化导致细胞损伤。

- 消化时间需严格控制（通常 10-30 分钟），可通过显微镜观察细胞解离状态。

二、培养条件优化

1. 培养基选择

- 使用含血清或特定生长因子的培养基（如 DMEM、RPMI 1640 等），部分细胞需添加胰岛素、EGF 等。

- 避免频繁更换培养基品牌或批次，减少细胞适应压力。

2. 贴壁与传代

- 原代细胞贴壁能力较弱，可能需要包被培养皿（如胶原蛋白、多聚赖氨酸）。

- 传代时密度建议控制在 70%-80%，过度汇合会导致接触抑制和分化。

三、污染控制

1. 无菌操作

- 全程在超净台操作，使用一次性耗材，避免交叉污染。

- 培养基中可添加双抗，但长期使用可能影响细胞活性。

2. 支原体检测

- 定期检测支原体污染（如 PCR 法），污染后需及时丢弃细胞。

四、状态监控

1. 日常观察

- 每天检查细胞形态、密度及培养基颜色，及时更换培养基（通常每 2-3 天换液一次）。

- 异常形态（如细胞变圆、碎片增多）可能提示污染或营养不足。

2. 传代与冻存

- 原代细胞分裂次数有限（一般 5-10 代），需及时冻存早期代次细胞。

- 冻存液建议使用 DMSO+血清（或专用冻存培养基），梯度降温后液氮保存。